Русский

Аннексин V: связывающийся с мембраной белок с разнообразными функциями

Аннексин V – это эукариотический белок семейства аннексинов, который способен обратимо связываться сфосфолипидными мембранами кальций-зависимым образом. Он обладает сложным механизмом связывания с мембраной, который включает формирование двумерной сетки из тримеров аннексина и значительное изменение структуры мембраны. Конкретные функции аннексина V значительно неизучены, хотя предполагается его участие в свертывании крови, процессе восстановления мембраны и активности канала для ионов кальция. Использование аннексина V как маркера фосфатидилсерин-положительных клеток в in vitro и in vivo исследованиях критически важно для понимания роли этого белка в клеточных процессах.

Данный обзор сфокусирован на структуре аннексина V и механизмах и кинетике его связывания с мембраной. Специфичность липида и процесс мультимеризации будет описан в полной мере. Наконец, будут обсуждены некоторые предполагаемые функции аннексина V, включая ингибирование свертывания крови и влияние на активность транспорта ионов кальция.

1 401
0
#аннексин А5#мембранные взаимодействия#кальциевый канал#ингибирование коагуляции

Подходы к визуализации динамики микротрубочек in vitro

Тубулиновые микротрубочки внутри клетки выполняют множество различных функций благодаря своим уникальным свойствам. Динамическая нестабильность, т.е. спонтанное переключение между фазами полимеризации и деполимеризации, вместе с особыми механическими свойствами делает их непохожими на другие элементы цитоскелета. Больше 30-ти лет решаются разнообразные биофизические задачи, связанные с тем, какой механизм лежит в основе тех или иных свойств микротрубочек. Благодаря развитию световой микроскопии, в том числе, методов, позволяющих улучшить контраст биологических образцов, сделаны многочисленные открытия в данной области. Многие из них не только проливают свет на природу динамической нестабильности, но и на механизмы её регуляции различными молекулами. Одни из наиболее новых экспериментальных данных позволяют сделать вывод о наличии динамического поведения самого тела микротрубочки. В этой связи флуоресцентная и атомно-силовая микроскопия во многом незаменимы. В то же время, различные методы нефлуоресцентной микроскопии, в том числе, их современные реализации в виде микроскопии сверхразрешения, позволяют взглянуть на динамику микротрубочек на новом, субнанометровом уровне.

Количество работ, посвященных (или затрагивающих) изучение микротрубочек с помощью основных методов световой и атомно-силовой микроскопии, опубликованных к определённому моменту с 1977 по 2022 год.  Сумма статей считалась с окном в 5 лет с помощью базы данных PubMed по запросам, включающим слова «microtubules» и название соответствующего метода микроскопии (флуоресцентная микроскопия полного внутреннего отражения, «TIRF» (от англ. total internal reflection fluorescence), атомно-силовая микроскопия «АСМ», дифференциальная интерференционно-контрастная микроскопия («ДИК» или «DIC»), микроскопия тёмного поля или «dark-field».
1 122
0
#микротрубочки#световая микроскопия#атомно-силовая микроскопия#динамическая нестабильность#тубулин#ассоциированные белки

Минимальная математическая модель формирования псевдоподии нейтрофила во время хемотаксиса

Направленное движение нейтрофилов происходит благодаря быстрой полимеризации актина с формированием протрузиий, растущих вперед. В наших предыдущих работах мы наблюдали ослабленное движение нейтрофилов у пациентов с синдромом Вискотта-Олдрича (СВО) по сравнению со здоровыми донорами.

В этой работе мы задались целью объяснить ослабление хемотаксиса нейтрофилов у пациентов обсервационно, а также с помощью компьютерного моделирования линейных скоростей роста передней псевдоподии. Хемотаксис нейтрофила наблюдался с помощью мало-угловой флуоресцентной микроскопии в плоскопараллельных проточных камерах. Компьютерная модель была построена как сеть 2D стохастически полимеризующегося актина, управляемая близостью к клеточной мембране с ветвями от белков Arp2/3 и WASP.

Наблюдаемая линейная скорость формирования псевдоподии нейтрофила была 0,22 ± 0,04 мкм/с для здоровых доноров и 0,23 ± 0,08 мкм/с для пациентов с СВО. Модель убедительно описала скорость формирования псевдоподии. Для описания данных пациентов с СВО скорость ветвления (управляемое WASP) была изменена на порядок, что не значимо изменяло линейную скорость роста протрузии.

Мы делаем вывод, что предложенная математическая модель формирования псевдоподии нейтрофила описывает экспериментальные данные, но, в целом, данные о движении нейтрофилов не могут быть объяснены ростом псевдоподии.

Scheme of the computational model. (A) The scheme of stochastic events and species included in the model. A single F-actin filament is assumed to be straight and to be divided into segments. Each segment can be considered to be an actin monomer. New G-actin molecules can attach to and detach from the filament “barbed” end. It is assumed that the child filament begins to grow from the middle between two segments of F-actin at the angle of 70o.  If there is a branch growing from the F-actin segments, they are considered occupied and no branching can occur there. (B) The spatial restrictions on the filament growth and branching. The filaments can branch if the distance from the cell membrane is lesser than D. Filaments can grow if the distance from the cell membrane is lesser than H, where H > D.
4 619
0
#цитоскелет#нейтрофилы#актин#хемотаксис#синдром Вискотта-Олдрича

Прямое взаимодействие STIM1-ORAI1 не может управлять депо-управляемым входом кальция (SOCE) в тромбоцитах

Депо-управляемый вход кальция (SOCE) играет важную роль в функционировании тромбоцитов. Считается, что механизм SOCE основан на прямом взаимодействии белков STIM1 и ORAI1 со специфической стехиометрией STIM1:ORAI1. Однако в тромбоцитах может осуществляться другой путь. Целью данной работы было исследование механизмов SOCE в тромбоцитах. Мы разработали решеточную математическую модель, которая отражает взаимодействие STIM1-ORAI1, и применили ее как к клеткам HEK, где механизм SOCE хорошо установлен, так и к тромбоцитам. Модель смогла успешно описать поведение STIM1-ORAI1 в клетках HEK. Мы использовали те же параметры для взаимодействия белков и применили их к тромбоцитам. В результате мы продемонстрировали, что количество белков STIM1 на мембране ЭПР не может обеспечить необходимую стехиометрию для правильного депо-управляемого входа кальция в тромбоцитах.

(A) Взаимодействие STIM1-ORAI1 для клеток HEK. Связанные белки представлены коричневым цветом, STIM1 в кластере - зеленым, свободные белки - красным. (B) Зависимость формирования контакта STIM1-ORAI1 от вероятности кластеризации. Пунктирные линии представляют тот же процесс для D=0.01 〖μm〗^2/s (C) Типичное состояние системы при t=100ms для различных вероятностей кластеризации.
6 058
0
#тромбоциты#математическое моделирование#депо-зависимый вход кальция#внутриклеточная сигнализация тромбоцита